сах (Vadas et al., 1985). Низкомолекулярные фосфолипазы А2 I, II и III групп обнаружены в поджелудочной железе млекопитающих, ядах кобр и морских змей (I группа фосфолипаз А2); ядах гадюк, ямкоголовых змей, тромбоцитах человека и крысы, печени и селезенке млекопитающих, синовиальной жидкости больных ревматоидным артритом (II группа фосфолипаз А2); яде пчел и ящериц (III группа фосфолипаз А2) (Dennis, 1994, 1997; Mayer, Marshall, 1993; Крутецкая, Лебедев, 1993).

Относительно недавно в цитозоле различных типов клеток обнаружены Са2+-зависимые фосфолипазы А2 высокой молекулярной массы, объединяемые в настоящее время в группу IV (Dennis, 1994, 1997). Фосфолипазы А2 этой группы являются цитоплазматическими, включают 750 аминокислот, 9 остатков цистеина, не содержат дисульфидных связей, не чувствительны к дитиотреитолу, имеют высокую мол. массу (85 кДа) и специфичность к АК, расположенной в положении sn-2 глицерофосфолипидов. Все высокомолекулярные фосфолипазы А2 активируются in vitro Са"т в субмикромолярных концентрациях (Dennis, 1994, 1997). Фосфолипазы А2 IV группы идентифицированы в цитозоле лейкемических моноцитов человека линии U937 (Clark et al., 1990, 1991; Diez, Mong, 1990; Kramer et al., 1991; Sharp et al., 1991), резидентных перитонеальных макрофагов мыши (Wijkander, Sundler, 1989), макрофагоподобных клеток мышей линии RAW 264.7 (Leslie et al., 1988; Channon, Leslie, 1990) и J 774 (Wijkander, Sundler, 1991, 1992 ), тромбоцитов человека (Takayama et al., 1991) и других типов клеток.

Фосфолипаза А2, идентифицированная в цитозоле перитонеальных макрофагов мыши, имеет мол. массу 70 кДа, максимальную активность при 1,4 мкМ свободного Са2+, предпочтительно освобождает АК из фосфатидилхолина, фосфатидилэтаноламина и фосфатидилинозитола. Активность этой фосфолипазы А2 увеличивается при обработке макрофагов активатором ПКС форболовым эфиром РМА. Фосфолипаза А2 в перитонеальных макрофагах активна в широкой области рН (7-10); при рН<6 активность фермента резко падает. Фосфолипаза А2 ингибируется нордигидрогуаретиковой кислотой, флавоноидом кверцетином и классическим ингибитором фосфолипаз А2 4-бромфенацилбромидом. 50%-ное подавление активности фермента наблюдается при концентрации 4-бромфенацилбромида, равной 15 мкМ (Wijkander, Sundler, 1989).

Представляют интерес данные о том, что повышение внутриклеточной концентрации Ca2t инициирует в целых клетках транслокацию из цитозоля и связывание с мембраной высокомолекулярных фосфолипаз А2 (Channon, Leslie, 1990; Diez, Mong, 1990; Clark et al., 1991; Wijkander, Sundler, 1992). Показано, что Ca2+ способствует связыванию цитоплазматических фосфолипаз А2 группы IV с фосфолипидами мембраны и не участвует в каталитической активности фермента (Wijkander, Sundler, 1992; Dennis, 1994). На N-терминальном конце молекулы высокомолекулярные фосфолипазы А2 содержат Са2+-связывающий домен, сходный с таковым в других сигнальных белках, таких как ПКС, ГТФаза-активирующий белок, ФЛС (Clark et al., 1991; Sharp et al., 1991). Присутствие Са2+-связываюгдего домена, а также зависимость активности фермента от субмикромолярной концентрации Са2+ (0,1-1 мкМ) (Channon, Leslie, 1990; Clark et al., 1990; Kramer et al., 1991) свидетельствует о том, что вызываемое агонистами увеличение [Са2+], является важным этапом в транслокации фосфолипазы А2 к мембране.

Для перитонеальных макрофагов мыши показана прямая корреляция между внеклеточной концентрацией Са"\ т.е. возможностью входа Са2+ в клетку, и активностью фосфолипазы А2. Это позволило предположить, что рецепторзависимый вход Са2" в макрофаги играет существенную роль в активации фосфолипазы А2 (Balsinde et al., 1990). Сходные данные получены на других фагоцитирующих клетках -нейтрофилах человека (Reddy et al., 1995), а также на клетках глиомы крысы (Brooks et al., 1989).

Интересно, что другие двухвалентные ионы (Ва"*, Mn'+, Sr"*, Mg"*), а также высокие концентрации NaCl или Na2S04 могут с успехом заменять Са"* и активировать высокомолекулярные фосфолипазы А2 (Wijkander, Sundler, 1992; Reynolds et al., 1993; Dennis, 1994). Так, в присутствии высокой концентрации соли и в отсутствие Са2+ наблюдается повышение энзиматической активности, что подтверждает предположение о том, что ион металла или соль скорее способствуют связыванию фосфолипазы А2 с мембраной, нежели изменению каталитической активности фермента (Reynolds et al., 1993).

Обнаружено, что для каталитической активности этих фосфолипаз А: необходимы специфические остатки Ser-228, Arg-200 и Asp-549 (Sharp et al., 1994; Pickard etal., 1996).

В последнее время появились данные о том, что активность цитоплазматических фосфолипаз А2 IV группы эффективно модулируется фосфорилированием (Lin et al., 1993; Mayer, Marshall, 1993; Nemenoff et al.. 1993, Dennis, 1994). Фосфорилирование этого фермента in vivo приводит к увеличению освобождения АК, а также к некоторому увеличению активности in vitro. Обнаружено, что Ser-505 в молекуле фермента фосфорилируется серин-треониновыми киназами: ПКС и протеинкиназой, связанной с микротрубочками (р42 МАР-киназой) (Lin et al., 1993; Nemenoff et al., 1993). Высокомолекулярная фосфолипаза A2 (мол. масса 85 кДа) в макрофагоподобных клетках линии J774 является субстратом для фосфорилирования ПКС, активность ее увеличивается при обработке клеток форболовым эфиром ТРА (Wijkander, Sundler, 1991).

Активность высокомолекулярных фосфолипаз А2 модулируется также G-белками. Так, в пермебилизованных лейкемических базофилах крысы активатор G-белков FTOyS в 5-6 раз увеличивает активность фосфолипазы А2 и освобождение АК (Narasimhan et al., 1990). Добавление TTOyS к нейтрофилам человека также увеличивает в 3 раза активность 85 кДа фосфолипазы А2 (Ando et al., 1992). Все вышеизложенное свидетельствует о важной роли высокомолекулярных фосфолипаз А2 цитозоля в рецепторзависимой передаче сигналов, освобождении АК и образовании эйкозаноидов.

Эффективным блокатором фосфолипаз А2 является 4-бромфенацилбромид (Roberts et al., 1977; Irvi