угие свободно попасть к электродам не могут, так как плазматическая мембрана к ним полупроницаема. В результате этого под анодом будет увеличиваться концентрация анионов, что и приведет к локальному увеличению мембранного потенциала покоя (МПП) — гиперполяризации мембраны. Такая гиперполяризация называется анэлектротоном (АЭТ). Аналогичные изменения в концентрации катионов наблюдаются под катодом электрического тока. Однако локальное увеличение концентрации катионов с внутренней стороны плазматической мембраны в области приложения катода приведет к уменьшению МПП, т, е. к деполяризации — катэлектротон (КЭТ).

Таким образом, ион не задерживается плазматической мембраной клетки, на последней никаких изменений не происходит. Если же катион (анион) не проникает (или слабо проникает) через плазматическую мембрану, изменяется величина МПП, т. е. развитие АЭТ и КЭТ определяется поляризационной емкостью и проницаемостью плазматической мембраны. Измеряя амплитуду АЭТ и КЭТ в условиях изменения ионного состава окружающей среды, можно получить сведения о трансмембранном движении интересующего нас иона. (Пример конкретной методики см. 3.2). Методы исследования биоэлектрических потенциалов.

Развитие современных представлений о возбуждении клеток в огромной степени зависело от изобретения и усовершенствования электроизмерительных приборов.

В настоящее время для отведения биоэлектрических потенциалов используются внеклеточные и внутриклеточные электроды. А для их регистрации используются высокочувствительные осциллографы, усилители, фоторегистрирую-щие устройства и самописцы.

Основными методами исследования биоэлектрических потенциалов являются следующие.

1. Внеклеточное отведение биоэлектрических потенциалов. Для этого применяются электроды различных типов. Часто пользуются простыми металлическими электродами: проволочками (или пластинками) из серебра, платины, никеля, нержавеющей стали, вольфрама и т. д. Они очень просты в обращении и имеют низкое сопротивление электрическому току. Но. поскольку под влиянием тока с электродов в ткань переходят ионы, которые могут оказаться токсичными для клетки в целом или могут изменять трансмембранное движение ионов, для точных измерений используют неполяризующиеся электроды: каломельные (ртуть, покрытая сверху каломелью), Ag — AgCl-электроды, электроды давления (стеклянные микротрубочки, заполненные агар-агаром, который готовится на соответствующем для каждого исследуемого объекта растворе) и т. п.

В качестве примера внеклеточного отведения биоэлектрических потенциалов рассматривается методика сахарозных промежутков (см. 3.2).

2. Внутриклеточное отведение биоэлектрических потенциалов проводится с помощью достаточно тонких и острых электродов, которые погружаются в ткань или клетку.

Наиболее просты в изготовлении металлические микроэлектроды. Обычно для уменьшения диаметра кончика применяется электролитическая обточка микроэлектрода. Однако использование металлических микроэлектродов диаметром 1 мкм и меньше затруднительно в связи с тем, что кончики их очень мягкие. В качестве изоляции микроэлектродов используются специальные эмали, бакелитовый лак, полистирол, клей БФ, стекло и др. Преимуществом металлических микроэлектродов является их сравнительно небольшое сопротивление электрическому току.

Стеклянные микроэлектроды для отведения потенциалов изнутри отдельных клеток представляют собой пипетку, заполненную электролитом. Отводящей частью такого микроэлектрода является его отверстие. Через широкую часть пипетки в электролит пропускается проволочка, соединяющая микроэлектрод с входным устройством.

Практически можно получить микроэлектрод с диаметром кончика до 0,1—0,05 мкм. Наилучшим стеклом для изготовления микроэлектродов считается пирекс, а простейшим способом заполнения электрода является кипячение его в растворе электролита (обычно это раствор КО) в течение примерно 30 мин.

Недостатками стеклянных микроэлектродов являются невозможность длительного их хранения из-за образования в кончиках кристаллов, а также наличие собственного потенциала, который образуется именно в кончике. Высказывается предположение, что ион С1~ оказывается фиксированным положительными зарядами, накапливаемыми на поверхности стекла, что и создает возможность возникновения отрицательного заряда коичика электрода (в отдельных случаях до 10 мВ) по отношению к раствору при диффузии подвижного иона К+-

Сопротивление микроэлектродов. с диаметром кончика 0,5 мкм колеблется в пределах 10—30 МОм.

3. Метод фиксации напряжения. Важные данные о природе биоэлектрических потенциалов можно получить, в результате использования метода фиксации напряжения на плазматической мембране. Этот метод дает возможность подавлять развитие потенциалов действия и контролировать величину мембранного потенциала покоя. Для этого к двум электродам (внутри- или внеклеточным) присоединяют усилитель с обратной связью. Этот усилитель автоматически подает электрический ток, необходимый для смещения мембранного потенциала покоя на любой нужный в эксперименте уровень. В результате такого мгновенного изменения поляризации мембраны возникают ионные токи через мембрану. Так, если плазматическую мембрану деполяризовать до нуля, то возникающий при этом ток имеет три составляющие: направленный наружу ток, обусловленный разрядкой мембранной емкости; направленный внутрь ионный ток и направленный наружу ионный ток.

Метод фиксации напряжения дает возможность (при соответствующих подходах) разделять суммарный ток через мембрану на отдельные его компоненты.

4. Методы перфузии клеток. Применение вне-и внутриклеточных электродов и метода фиксации напряжения особенно целесообразно в исследованиях на перфузированных клетках. Одним из наиболее важных условий возможности перфузии является размер объекта.

Сведения об активном и пассивном транспорте иоиов через электрически возбудимую мембрану, а также генерации потенциалов действия получены в экспериментах на гигантском аксоне кальмара