, сравнительно недавно было найдено, что направленный транспорт воды в живую клетку осуществляется с помощью специальных трансмембранных белков — аквапоринов (Lieburg, 1995). К настоящему времени охарактеризовано более десятка представителей этого класса мембранных белков. Они все имеют по 6—8 трансмембранных а-спиральных участков и обладают значительной гомоло-гичностью этих структур. Белок аквапорин 0 относится к классу самых эволюционно консервативных белков и найден в составе различных тканей (Nemeth-Cahalan, Hall, 2000). При исследовании набухания ооцитов было установлено, что понижение рН внешнего раствора от 7.2 до 6.5 увеличивает проницаемость клеточных мембран для воды в 3_4 раза. Изучение этого эффекта при вариации аминокислотных остатков в полипептидной цепи аквопорина 0 показало, что рН-регуляция водного потока в клетку осуществляется всего одним аминокислотным остатком His40, расположенным на внешнем участке белка, имеющего в составе 263 аминокислотных остатка. Значение рКа гистидила находится в области рН 7.0. Снижение рН внешнего раствора до 6.5 приводит к протонированию имидазольного кольца и соответствующему переходу его гидратации от клатратной к гидратной. Это открывает канал для интенсивного транспорта воды внутрь клетки. В предпоследнем столбце табл. 1 (см. главу 1) представлены значения гидро-

124

фобности для аминокислотных остатков в деионизированном состоянии. Протонирование кольца гистидила и его переход в состояние гидрофильного остатка сопровождаются соответствующим изменением его гидрофобности от —1 до -7 кДж/моль, что превышает энергию гидролиза АТФ до АДФ.

Другой пример относится к аквапорину 1. Этот мембранный тетраметр принадлежит к IV типу трансмембранных белков и отвечает за поддержание оптимальной концентрации воды в клетке. Домены аквапорина 1 образуют в мембране высоко специфические каналы для воды, которые не пропускают даже ионы водорода и гидроксила, не говоря уже о других электролитах. При исследовании аминокислотной последовательности аквапорина 1 была проведена количественная оценка гидрофобности его трансмембранных доменов и рассчитано уменьшение конформационной энтропии этих доменов при переходе от вытянутой пептидной цепи к а-спирали, погруженной в липидный бислой. Энтропийная составляющая уменьшения свободной энергии составила 83 кДж/моль. Расчеты показали, что это соответствует среднему увеличению молекулярной информации за счет гидрофобных взаимодействий (без учета статистики распределения аминокислотных остатков) на 0.6 бит/а. о., или в среднем на 15 бит на один трансмембранный домен (Neuman, Engel, 2000).

Значительный запас конформационной энергии спиральной пептидной цепи рецептора в липидной мембране объясняет молекулярный механизм усиления сигнала после взаимодействия рецептора с лигандом. Поскольку при этой кон-формации все торсионные углы цепи жестко связаны друг с другом, даже небольшое изменение поворота или гидратации одного аминокислотного остатка из-за взаимодействия с лигандом приводит к согласованному, т. е. кооперативному, изменению конформацни всей цепи. Поэтому воспринятый клеткой (или соседними рецепторами) сигнал будет многократно усилен за счет кооперативного увеличения свободной энергии пептидной цепи рецептора.

Среди всех перечисленных выше особенностей белков цитоплазматической мембраны самой главной является их структурная комплементарность с углеводородными цепями фосфолипидов на тех участках, которые «прошивают» мембрану. Поэтому конформационные переходы на этих участках и их энергия должны рассматриваться в совокупности с изменениями жидкокристаллической структуры прилегающего липидного бислоя.

125

2.3. Взаимодействие регуляторных пептидов с рецепторами и фосфолипидами

Концепция специфических рецепторов на клеточной поверхности была выдвинута Паулем Эрлихом в начале XX в. Для объяснения специфичности рецепторов использована модель «ключ—замок», ранее разработанная Фишером для селективного ферментного катализа. Нужно отметить, что пространственное совпадение элементов типа «ключ—замок» — очень устойчивый алгоритм воображения, основанный на бытовых навыках. Огромный экспериментальный материал электроэнцефалографии практически ничего не прибавил к этой механической модели. При моделировании взаимодействия регуляторных пептидов с мембранными рецепторами предполагается, что определенный участок рецептора зеркально и комплементарно соответствует структуре лиганда (Говырин, Жоров, 1994). Внешние участки некоторых рецепторов частично сходны с вариабельной частью молекулы у-глобулина, поэтому на схемах их изображают в виде вилочек. На основании этой же модели предполагается, что некоторые синтетические пептиды могут частично комплементарно совпадать с Fc-участком иммуноглобулинов, возбуждая аллергическую реакцию организма.

Наиболее детально исследована специфичность регуляторных пептидов, вызывающих высвобождение гистамина из тучных клеток кишечника (Jasani et al., 1979). Сравнение активности пептидов в широком диапазоне размеров и вариаций аминокислотных последовательностей (в том числе различных фрагментов АКТГ) с активностью дегранулиру-ющего пептида показало только, что для проявления активности необходимо присутствие в цепи блока с четырьмя щелочными аминокислотными остатками и амидированного С-конца пептида. Но все варианты были на 2—4 порядка менее активны, чем природный дегранулятор. Иными словами, широкий спектр регуляторных пептидов может стимулировать выделение гистамина из тучных клеток, но каждый из них действует только в определенном диапазоне концентраций.

Более современный подход к изучению^ пептидной регуляции заключается в том, чтобы установить каскад последовательных взаимодействий, в результате которого меняются конформации как липидных, так и пептидных компонентов мембраны и в клетку поступает соответствующий

126

информационный сигнал. Оказалось, что некоторые пептидные регуляторы ингибируют или активируют ферменты, находящиеся на поверхности или вблизи поверхности клеточной мембраны.

В частности, ряд пролинсодержащих пептидов, которые являются фрагментами пищевых белков (IY, VW, IW, VAP, IKP, LRP, 1RP и др.), ингибирует мембранный фермент, который преобразует ангиотензин-I в ангиотензин-П и инактивирует брадикинин (Yamamoto, 1997). Эта цинк-со-держащая пептидаза находится ,на мембранах эндотелиаль-ных клеток сосудов и нейроэпителиальных клеток. Ее самый сильный ингибитор найден среди пептидов змеиных ядов — pyrEKWAP. Пищевые пептиды являются конкурентными ингибиторами и определяют заметное антигипертен-зивное действие молочнокислых продуктов, так как именно молочнокислые бактерии, гидролизуя казеин, высвобождают эти ингибиторы. Таким образом, регуляторное действие этих пептидов определяется ингибированием мембранного фермента.

Другой пример: фактор роста фибробластов (полипептид из 140 аминокислотных остатков) активирует фосфолипазу Ср, в результате чего резко возрастает концентрация ино-зитола-1,4,5-трифосфата (вторичный мессенджер) в цитозо-ле. Это с