аниях, его использование в практических иммунологических лабораториях крайне затруднено в связи с достаточной трудоемкостью и существенными трудностями в стандартизации.

Наибольшее распространение в нашей стране получил метод оценки спонтанной миграции в 5-канальных капиллярах. Первоначально эти капилляры были разработаны совершенно для других методов [12], но в дальнейшем с успехом были адаптированы для оценки локомоторных функций. В связи с простотой этот метод с использованием в качестве тест-системы цельной крови стал рутинным и применяется во многих иммунологических лабораториях. Для оценки спонтанной миграции 5-канальные капилляры (длиной 35 мм) заполняют на 2/3 гепаринизированной периферической (венозной или капиллярной) кровью, запаивают, центрифугируют 10 мин при 1000 об/мин и инкубируют при 37 °С в специальных штативах, располагая капилляры под углом 10°. Срок инкубации для оценки гранулоцитов составляет 6 ч. Учет результатов проводят при микроскопии капилляров (МБС-9, 56-кратное увеличение), измеряя зону миграции с помощью окуляр-микрометра. Для оценки хемокинеза определяют миграцию клеток в присутствии хемоаттрактанта.

В настоящее время разработан также метод оценки хемотаксиса с использованием 5-канальных капилляров.

8.3.2. Методы in vivo. В связи с тем что в условиях in vitro очень сложно воспроизвести реальную ситуацию, которая имеется в организме больного (даже при использовании цельной крови), параллельно с развитием методов in vitro разрабатывались методы оценки локомоторных функций in vivo. В 1955 г. Ребак и Кроули предложили метод [254], суть которого заключалась в оценке выхода клеточных элементов в очаг асептического воспаления. Небольшую зону на передней стороне предплечья (0.5 х 0.5 см) после дезинфекции осторожно скарифицируют лезвием бритвы, скальпелем или бормашиной, на скарифицированный участок фиксируют покровное или кусок предметного стекла. Стекла снимают со скарифицированной поверхности через различные интервалы времени, окрашивают и подсчитывают количество нейтрофилов на 200—500 мигрировавших клеток.

Описанная методика может быть модифицирована с целью исследования действия на клеточную подвижность различных химических агентов. Последние обычно наносятся на кожу сразу же после скарификации. Кроме того, существуют модификации с использованием «кожных камер» [5, 216], которые позволяют получить суспензию клеток, мигрировавших в очаг асептического воспаления. В норме раннюю клеточную реакцию на воспаление определяют почти исключительно нейтрофилы, которые составляют более 90 % клеток экссудата спустя 1 ч. В дальнейшем процент нейтрофилов падает, а доля одноядерных клеток растет, и к 18— 24 ч в препаратах обычно обнаруживается равное представительство нейтрофилов и мононуклеаров. Этот метод показал свою высокую информативность при диагностике LAD, однако в связи с подверженностью этих больных, а также больных с различными первичными иммунодефицитами и выраженной нейтропенией, развитию инфекционных осложнений в настоящее время его использование не рекомендуется.

8.4. Методы оценки опсонизации и фагоцитоза

Поскольку бактериальная опсонизация определяется как процесс, обеспечивающий условия для фагоцитоза, для ее измерения используется функциональный анализ — фагоцитоз или «захват» опсонизированной бактерии нейтрофилом. Оба процесса — бактериальная опсонизация и фагоцитоз — могут быть изучены раздельно, путем «преопсонизации» бактерий перед добавлением их к фагоцитирующим клеткам. Это позволяет избежать влияния таких факторов, как сывороточные ингибиторы, которые в состоянии сами по себе модифицировать нейтрофилы. Бактерии могут подвергаться нормальным процессам опсонизации и фагоцитоза, но не инактивироваться обычным способом — как в случае хронического гранулематоза, или инактивироваться вне клетки — без предварительной опсонизации и фагоцитоза.

Таким образом, методы, которые просто позволяют оценивать общую гибель бактерий или контролировать определенные биохимические или физиологические реакции, являющиеся следствием взаимодействия бактериальных и фагоцитирующих клеток, должны рассматриваться как косвенные методы оценки фагоцитоза. В настоящее время для измерения бактериального фагоцитоза используются четыре метода [5].

1. Микроскопические исследования.

2. Количественное определение внутриклеточной популяции бактерий с применением фенил-бутазона для остановки внутриклеточной бактерицидной активности нейтрофила и антибиотиков для элиминации экстрацеллюлярных бактерий.

3. Измерение захвата бактерий, меченных радиоактивными изотопами.

4. Измерение захвата бактерий, меченных флюоресцентным красителем, методом проточной цитометрии.

Хотя фагоцитарная активность нелегко поддается количественному учету с помощью микроскопа и дифференцировка между прикрепившимися и внутриклеточными бактериями при этом затруднена, метод микроскопии прост и пригоден для морфологической оценки фагоцитоза.

Обычно для оценки фагоцитоза (захвата) в качестве